ensayo del examen

alumna.
huerta alvarez thania sarahi

Grupo:
2L2M

Mesa:
3
Lo que trae este examen esanyo.

Índice

Primera PARTE

Segunda Parte

.

Tercera Parte

Cuarta Parte

Conclusión

Introducción
Este es el último examen en la materia de operar equipo y material del laboratorio lo único que yo puedo decir de nuestra mesa que en todo nuestro trabajo como equipo que a pesar de todos nuestros errores hemos aprendió mucho de ellos ya que hay un dicho de que con los errores se aprende y espero que aprendamos mucho en adelante. tambien hay un refran
sin sacrificio no hay victoria.

Objetivo
mi objetivo fue de pasar el examen y echarle ganas a todas las prácticas pero lo que nos falto fue de no tener comunicación y esperar que solo una persona haga el trabajo completo ,. aun que la en cargada del equipo no entndia que teniamos muchas presiones se enojaba de cualquier cosa
Primera Parte
medio de cultivo.
El medio de cultivo que elaboramos fue Dextrosa Saboraud de 65gr. Luego iniciamos con la regla de 3 que fue 65gr x 60ml = 39003900 % 1000ml = 3.9 ml3.9ml + 17.7gr del vidrio de reloj = 21.6 .gr

Ya obtenida los resultados empezamos a preparar el medio el medio de cultivo ya terminado la cantidad de gramos que le debíamos de poner en el matraz con agua destilada empezamos a revolver que n quede gránulos del medio de cultivo, luego lo pusimos en el fuego del mechero y le di vueltas como manecillas de reloj lo revolvemos con un agitador para que no quede coágulos en el matraz. Luego lo Cubrimos con algodón y con tape lo colocamos en el autoclave y dura hay 20 minutos Luego dejando enfriar el medio de cultivo esterilizamos el vaso precipitado solo la boquilla luego pedimos 3 cajas petric indicando que ya que se enfriara el medio de cultivo lo teníamos que colocar hay pero estando cerca de los mecheros para eterizando para que no se contaminen dejamos enfriar el medio de cultivo hasta que lo pudiéramos tocar con la mano ya enfriado el medio de cultivo colocamos cierta cantidad de lo que nos salió de la regla de 3 en las cajas petric destilando la boquilla del matraz ya teniendo el medio de cultivo en las 3 cajas pretic dejamos que se según o que se ge latine bien hasta que lo podamos cerrar y etiquetar con ciertos datos.
2 Aglutinación En Sangre


La muestra de sangre es de la compañera López soto Martha l principio me puse nerviosa porque era mi primera vez pero me salió bien ya que no le revente l3ml en el tubo de ensayo vena ni le deje moretón pero la invite a comer . Realizando la técnica de veno punzón le saque 5ml de sangre que lo dividimos en 3ml en el tubo de ensayo con tapón color rojo y los 2 ml que sobraron los coloque en el tubo de ensayo con tapón color morado con esa sangre pipeteamos con la pipeta Pasteur y colocamos 3 gotas en la placa de porcelana es acabada ya teniendo las 3 gotas se le aplica colorante revolviendo con los palillos de madera nos sale que tipo de sangre es el paciente y nos salió que es o+ en esta práctica aplicamos las fases pre analítica que es el ingreso del paciente y toma de muestra y la post analítica validación y entrega de resultados.
a
aunque mi compañera giselle pudo haverla infectado por que al momento de sacar sangre saco y metio dos veses antes de picar la vena


3 Aglutinación En Suero
Como en la prueba de aglutinación en suero es de centrifugar la sangre que habíamos sacado y colocado 3 ml de sangre en el tubo de ensayo de tapón color rojo lo colocamos en la centrifuga durante 5 minutos separamos el suero colocándolo en otro tubo de ensayo pipeteamos el suero con la pipeta pasteur colocando 6 gotas en la lamina de cristal poniendo el suero en los circulos color rojo poniéndole colorante en cada gota revolviéndolo con palillos de madera ya viendo bien lo observamos en el microscopio óptico observándolo que solo 3 se aglutinaron ya viendo bien los resultados se los entregaron al paciente López soto Martha.
En esta practica aplicamos las 3 fases la primera analítica toma de muestra al paciente la segunda fase es analítica preparación de muestra y procedimiento y la tercera es post analítica entrega de resultados

1 Siembras
nuestras siembras se trataba de muestra del pie que debíamos poner en el medio de cultivo dextrosa saboraud pero como no estudiamos y no escuchamos las opiniones de los demás nos salió algo mal ya que las muestras que hicimos fue de orina, agua de horchata y muestra de saliva las siembras que utilizamos fueron las siguientes por dispersión, separamiento y de medio la primera que elaboramos fue de orina la siembra dispersión quien lo elaboro fue mi compañera Ramírez Barragán Brenda Berenice el procedimiento fue que agarro la barrilla de cristal la paso por el fuego, después con el agua destilada esterilizo, luego coloco una pequeña cantidad de orina y en el medio se realizo la siembra por dispersión.Luego mi compañera Esparza Quiroz Brenda Lucila la muestra que utilizo fue agua de horchata el procedimiento fue el siguiente utilizo y paso el asa bacteriológica por el mechero de bucee hasta que se puso al rojo vivo, abrió el medio de cultivo en un lugar esterilizado agarro unas gotas de la muestra del agua de horchata realizando la siembra de separamiento.

yo realize la siembra con la muestra utilizando la saliva de mi otra compañera López Soto Martha el procedimiento de la elaboración fue que primero abrió un hisopo nuevo y se lo dio a la paciente diciéndole que frote bien sus encimas, lengua y dientes durante 1 minuto ya teniendo la muestra la coloco en el medio de cultivo realizando la siembra de medio o mas conocida como saboraud ya teniendo loas tres cajas petric las cerramos y las etiquetamos con sus datos.cuarta parteobservacion macroscopica del crecimiento de las siembrasactualmente hasta ahora el gran crecimiento de las siembras ha aumentado de bacterias los ultimos 3 dias ya que con las muestras presisas hay bacterias y hongos en la primera siembra lo elaboro fue mi compañera Ramírez Barragán Brenda Berenice el procedimiento fue que agarro la barrilla de cristal la paso por el fuego, después con el agua destilada esterilizo, luego coloco una pequeña cantidad de orina y en el medio se realizo la siembra por dispersión el crecimiento de la bacteria ha aumentado demaciado ya que se puede ver que el crecimiento se expandio por completamente en el medio de cultivo.Luego mi compañera Esparza Quiroz Brenda Lucila la muestra que utilizo fue agua de horchata el procedimiento fue el siguiente utilizo y paso el asa bacteriológica por el mechero de bucee hasta que se puso al rojo vivo, abrió el medio de cultivo en un lugar esterilizado agarro unas gotas de la muestra del agua de horchata realizando la siembra de separamiento el crecimiento es totalmente pequeño ya que no se expandio como en el primero hay una pequeña cantidad de bacterias en el medio de cultivo.

VENOPUNCION

Aglutinación y Técnicas de Ven punción.

Es el proceso que se hace en la vena para extraer sangre o inyectar algo. Es la recolección de una muestra de sangre de una vena, usualmente para pruebas de laboratorio. Nombre alternativos. Extracción de sangre; flebotomía TÉCNICAS DE VENOPUNCION: Coloque el torniquete de goma algunos centímetros por encima del lugar de la punción. Pida al paciente que apriete el puño lo que hará ingurgitar las venas Se escoge una vena apropiada para la punción. Con el dedo índice de la mano izquierda, se palpa el brazo hasta encontrar la mejor vena. Se limpia la zona de punción. Con alcohol al 70 % no se debe volver a tocar dicha zona. La aguja debe apuntar en la misma dirección que la vena. La sangre comenzara a penetrar en la jeringa. Tan pronto la aguja entre en la vena se afloja el torniquete y se retira la aguja. Se coloca una torunda de algodón sobre el sitio Se coloca una torunda de algodón sobre el sitio de la punción y se comprime con los dedos de la otra mano o se flexiona el codo La sangre se vacía lentamente por las paredes de los tubos con el objeto de evitar hemólisis. Se retira la aguja de la jeringa y se pasa a la sangre al tubo correspondiente con o sin anticoagulante.

RESUMEN • Comunicación profesional - paciente • Reconocimiento de la vena modelo mediante palpación • Inserción de una aguja • Introducción de una cánula • Cuando se conecta a un reservorio con sangre artificial: Tomas de sangreUso de un Vacutainer o producto similar PRECAUCIONES QUE SE DEBE OBSERVAR EN LA VENOPUNCION: Es preferible que el paciente no observe la extracción.

El operador debe inspirar confianza durante la extracción. Debe utilizarse un aguja lo suficiente gruesa para obtener sangre fácilmente la cantidad necesaria de sangre. Debe utilizarse venas que se vean o palpen con facilidad. El antebrazo deberá apoyarlo en una superficie fija. Al realizar la punción venosa, el vise deberá estar hacia arriba.

COMPLICACIONES QUE SE PUEDEN PRESENTAR EN LA VENOPUNCION: Algunas veces se produce sincope (Pérdida repentina del conocimiento y de la sensibilidad, debida a la suspensión súbita y momentánea de la acción del corazón). Que en general se presenta en algunas personas emotivas. Si el paciente se mantiene en occisión supina (acostado), la recuperación espontánea es rápida. En algunos pacientes con tendencia a las hemorragias, puede producirse una estribación local se la sangre. Aplicando una presión adecuada (torunda) sobre el lugar de punción se evita la formación de hematomas. Después de una serie de punciones venosas repetidas puede producirse trombosis (Formación de un trombo en el interior de un vaso sanguíneo). O flebitis (inflamación de las venas).

La aguja usada debe desecharse en un recipiente adecuado. CUÁLES SON LOS RIESGOS: Los riesgos relacionados con la punción venosa son leves: Sangrado excesivo Desmayo o sensación de mareo Hematoma (acumulación de sangre debajo de la piel) Infección (un riesgo leve en cualquier momento que se presente ruptura de la piel) Punciones múltiples para localizar las venasElección y preparación del material adecuado para la realización de la técnicaColocar el compresor para favorecer el relleno de las venas del brazoElección de la zona de punción y limpieza de la mismaFijar la vena para evitar movimiento de la zona y tomar referencia del lugar de punciónSe realiza la ven punción, y en el momento que se visualiza el reservorio del fiador lleno de sangre, se va retirando el mismo hasta dejar únicamente el catéter dentro de la vena

La venopunción es la recolección de sangre de una vena, generalmente tomada por un laboratorista, un personal de enfermería, un médico, paramédico o un estudiante de estas profesiones. También se conoce con los nombre alternativos de extracción de sangre o flebotomía. Por lo general se extraen de 5 a 25 ml para que una muestra sea considerada adecuada para el tipo de pruebas sanguíneas que se hayan solicitado. La sangre se coloca en un tubo de ensayo comercialmente preparado para transportar la sangre y conservarla de manera apropiada según los requerimientos del laboratorio que procesará la muestra.
Ocasionalmente se extraen minúsculas cantidades de sangre como muestras de pacientes diabéticos, recién nacidos o previo a una donación de sangre. También se realiza una venopunción para una donación de sangre o en pacientes con policitemia, de quienes se extraen unos 350-500 cc de sangre. Los exámenes hechos en la sangre o en partes de ésta le pueden suministrar claves importantes al médico acerca de la salud de la persona, orientándolo hacia el diagnóstico y/o tratamiento.

Contenido

1 Equipo
1.1 Agujas
2 Procedimiento
2.1 Antes de la punción
2.2 Localizando una vena
2.3 Venopunción
2.4 Punción del talón o del dedo
3 Referencias
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Equipo
Hay muchas maneras en las que se puede extraer sangre de una vena. El mejor método varía con la edad del paciente, el equipo disponible y los exámenes de sangre solicitados. Usualmente se saca sangre venosa de la parte interior del codo o del dorso de la mano.
La mayoría de las extracciones de sangre en los países latinoamericanos se realiza con una aguja hipodérmica y jeringa descartable y luego se vacía en un sistema de tubos de vacío, como el sistema Vacutainer® u otros dispositivos similares para la recolección y transporte de sangre. Algunos centros privados emplean dispositivos que consisten en un tubo de plástico conectado a una aguja hipodérmica, y al que se inserta un tubo de vacío dirante la extracción. Bajo ciertas circunstancias, se puede utilizar una aguja mariposa, que es un catéter plástico unido a una aguja de muy pequeño diámetro.
Debido a que las jeringas son de manejo manual, la cantidad de succión aplicados puede controlarse fácilmente. Esto es de particular utilidad con los pacientes que tienen las venas pequeñas y que colapsan con la succión del vacío de los tubos que proveen el sistema Vacutainer®. Desafortunadamente, hay una mayor posibilidad de hemólisis cuando se utiliza una jeringa, especialmente si la persona que realiza la punción o flebotomista tira del émbolo de la jeringa con exceso de fuerza.

Agujas

Seis agujas hipodérmicas, de abajo arriba: 26G x 1/2" (0.45 x 12mm) (marrón), 25G x 5/8" (0.5 x 16mm) (naranja), 22G x 1 1/4" (0.7 x 30mm) (negra), 21G x 1 1/2" (0.8 x 40mm) (verde), 20G x 1 1/2" (0.9 x 40mm) (amarilla), 19G x 1 1/2" (1.1 x 40mm) (blanca).
Por el momento no existen dispositivos que extraigan sangre humana que no contengan agujas de metal. La razón del empleo de las agujas se fundamenta en la necesidad de atravezar la piel hasta la profundidad de la vena. Las agujas vienen en presentaciones de diferentes diámetros, los cuales se representan con números.
El diámetro de la aguja está indicado por el calibre de la aguja. Cada calibre tiene una serie de diferentes longitudes para el uso que ameriten. Hay una serie de sistemas para medir el calibre de las agujas. Las agujas más comunmente usadas en el campo médico van en escala desde la número 7 y la más ancha, hasta la número 33, la más pequeña: el calibre mayor es reservado para las agujas de menor diámetro. Las agujas de valibre 21 son las que más se usan para la venopunción, mientras que las de calibre 16 son agujas comúnmente utilizadas para la donación de sangre, ya que son lo suficientemente gruesas como para permitir que los glóbulos rojos pasen a través de la aguja sin que se rompan, además, el calibre más grueso permite que más sangre se recoga o entregue en un periodo de tiempo más corto. Aunque las agujas reutilizables tienen aplicación en situaciones de investigación científica, las agujas desechables son mucho más comunes en el uso de la medicina con la finalidad de evitar la transmisión de enfermedades. Las agujas desechables deben ser descartadas en un cubo de plástico o de aluminio previamente designados para ese propósito.

Procedimiento

Punción venosa en curso con un sistema Vacutainer® que conecta la aguja con el tubo colector.
La preparación de parte del paciente depende del examen de sangre específico que se practique. Muchos exámenes no requieren de ninguna preparación especial; otras veces, a la persona se le puede solicitar que evite alimentos o bebidas o que limite ciertos medicamentos antes del examen.

Antes de la punción
Previo a la punción de cualquier individuo, éste debe ser identificado correctamente. Algunos profesionales prefieren escribir el nombre del sujeto sobre los tubos que se va a llenar, otros prefieren identificarlos al conlcuir la venopunción. Toda exploración y procedimiento sobre pacientes debe hacerse con guantes de goma protectores para asegurar las medidas de precausión universal. Todos los tubos, algodón, torniquete, agujas, líquido antiséptico, etc. deben estar preparados antes de el abordaje de la vena.

Localizando una vena
El profesional de la salud entonces coloca una banda elástica o torniquete alrededor de la parte superior de la zona que se va a punzar con el fin de aplicar presión en el área y hacer que las venas se llene de sangre. Si no se dispone de un torniquete, se puede utilizar un guante de goma o el esfigmomanómetro, es decir, el instrumento para tomar la tensión arterial y llenar el mango por debajo de la presión diastólica, es decir, entre 40 y 60 mmHg.[1] Esto permite escoger una vena de suficiente calibre y asegurar el uso de la aguja de calibre correcto.
En pacientes hospitalizados, puede que el miembro superior esté en un ambiente frío que cause oclusión de las venas superficiales. Para esos casos suele bastar con envolver el miembro o sumerjirla en un recipiente con agua tibia durante unos 2 minutos y colocar el torniquete antes de sacar la mano del recipiente.[1] El sitio de punción se limpia entonces con un antiséptico, la mayoría de las veces con alcohol isopropílico.
Algunos profesionales de la salud escogen golpear con suavidad sobre la superficie de la piel por encima de la vena para causar una dilatación venosa refleja.[1] Otros prefieren evitar esa práctica.

Venopunción
Luego de escoger el sitio y la vena adecuada, se introduce suavemente una aguja en la vena con un ángulo de aproximadamente 45º y se reorienta en dirección paralela una vez que se ha penetrado en la luz de la vena para recoger la sangre en la jeringa, en un frasco hermético o en un tubo adherido a la aguja.[1] La banda elástica se retira del brazo antes de extraer la aguja. Cuando se inserta la aguja para extraer la sangre, se puede sentir un dolor moderado o sólo una sensación de pinchazo o picadura. Después, puede haber algo de sensación pulsátil, levemente incómoda que resuelve por si sola.
Una vez que se ha recogido la muestra de sangre, se retira la aguja y se cubre el sitio de punción con una bola de algodón para detener cualquier sangrado y prevenir la formación de hematomas. En bebés o en niños pequeños, se puede utilizar un instrumento puntiagudo llamado lanceta para punzar la piel y hacerla sangrar. La sangre se recoge en un tubo pequeño de vidrio llamado pipeta, en un portaobjetos o en una tira reactiva. Finalmente, se puede colocar un vendaje sobre el área si hay algún sangrado.

Punción del talón o del dedo
Ocasionalmente se requiere extraer una o varias gotas de sangre sin tener que llenar un tubo. Es el procedimiento para realizar una muestra de glucosa en diabéticos o para pruebas de sangre en recién nacidos. Para ellos se suele usar la yema de un dedo o el talón. Se calienta la extremidad con agua tibia o compresas con una temperatura no mayor de 40ºC para conseguir un flujo sanguíneo óptimo.[2] Se perfora con una lanceta de 2.5 mm de largo o un dispositivo automático sobre el lado lateral o el medial evitando la almohadilla del talón. Igualmente se utiliza la superficie lateral de la yema del dedo segundo, tercero o cuarto.[2] Por lo general se desecha la primera gota de sangre extrayendo más gotas haciendo un masaje suave sobre el dedo o talón

TINCION DE GRAM

LA TINCION DE GRAM:

La tinción de Gram o coloración Gram es un tipo de tinción diferencial empleado en microbiología para la visualización de bacterias, sobre todo en muestras clínicas. Debe su nombre al bacteriólogo danés Christian Gram, que desarrolló la técnica en 1884.

Se utiliza tanto para poder referirse a la morfología celular bacteriana como para poder realizar una primera aproximación a la diferenciación bacteriana, considerándose Bacteria Gram positiva a las bacterias que se visualizan de color violeta y Bacteria Gram negativa a las que se visualizan de color rosa.Protocolo • Recoger muestras• Hacer el extendido en espiral• Dejar secar a temperatura ambiente• Fijar la muestra con metanol durante un minuto o al calor (flameado 3 veces aprox.)• Agregar azul violeta (cristal violeta o violeta de genciana) y esperar 1 min. Este tinte (al final del procedimieto) dejará de color morado solo a las bacterias Gram positivas.• Enjuagar con agua.• Agregar lugol y esperar 30 segundos• Enjuagar con agua.• Agregar alcohol acetona y esperar 15 s• Enjuagar con agua.• Agregar safranina y esperar 1 min Este tinte dejará de color rosado las bacterias Gram negativas.• Enjuagar con agua.Para observar al microscopio óptico es conveniente hacerlo a 100x con aceite de inmersiónExplicaciónEl cristal violeta (colorante catiónico) penetra en todas las células bacterianas (tanto Gram positivas como Gram negativas).El lugol está formado por I2 (yodo) en equilibrio con KI (yoduro de potasio), el cual está presente para solubilizar el yodo.

El I2 entra en las células y forma un complejo insoluble en solución acuosa con el cristal violeta.La mezcla de alcohol-acetona que se agrega, sirve para realizar la decoloración, ya que en la misma es soluble el complejo I2/cristal violeta. Los organismos Gram positivos no se decoloran, mientras que los Gram negativos sí lo hacen.Para poner de manifiesto las células Gram negativas se utiliza una coloración de contraste. Habitualmente es un colorante de color rojo, como la safranina o la fucsina. Después de la coloración de contraste las células Gram negativas son rojas, mientras que las Gram positivas permanecen azules.La safranina puede o no utilizarse, no es crucial para la técnica.

Sirve para hacer una tinción de contraste que pone de manifiesto las bacterias Gram negativas. Al término del protocolo, las Gram positivas se verán azúl-violáceas y las Gram negativas, se verán rosas (si no se hizo la tinción de contraste) o rojas (si se usó, por ejemplo, safranina)Esta importante coloración diferencial fue descubierta por Hans Christian Gram en 1884. En este método de tinción, la extensión bacteriana se cubre con solución de uno de los colorantes de violeta de metilo, que se deja actuar durante un lapso determinado.

Se escurre luego el exceso de violeta de metilo y se añade luego una solución de yodo, que se deja durante el mismo tiempo que la anterior; después se lava el portaobjetos con alcohol hasta que éste no arrastre más colorante. Sigue a tal tratamiento una coloración de contraste, como safranina, fucsina fenicada diluida, pardo Bismarck, pironin B o hasta inclusive verde de malaquita.Algunos microorganismos retienen el colorante violeta, aún después de tratarlos con un decolorante, y el color no se modifica al añadir éste; otros pierden con facilidad el primer tinte, y toman el segundo.Los que fijan el violeta, se califican de grampositivos, y los que pierden la primera coloración y retienen la segunda, de gramnegativos. Basándonos pues, en la reacción Gram, podemos clasificar a los microorganismos en uno de los dos grupos.Los colorantes de p-rosanilina son los que mejores resultados dan en la coloración Gram. Los representantes más usados de este grupo son violeta de metilo y violeta cristal o de genciana. En realidad, violeta de metilo es el nombre atribuido al compuesto tetrametil-p-rosanilina.

El matiz de color de la p-rosanilina se intensifica al aumentar el número de grupos metilo en la molécula; por consiguiente, de los tres grupos, el tono más oscuro es la hexametil-p-rosanilina (violeta cristal), y el tinte más ligero, la tetrametil-p-rosanilina (violeta de metilo). Los nombres violeta de metilo 3R, 2R, R, B, 2B, 3B, etc., se refieren al número de grupos metilo contenidos. La letra R indica matices rojos, y la letra B, tonos azules. El violeta de cristal contiene seis grupos metilo, y se considera como el mejor colorante primario para teñir por el método de Gram

.La facultad de las células para tomar la coloración Gram no es propia de toda sustancia viviente, sino que se limita casi en absoluto a hongos y bacterias. Así vemos que las células de plantas y animales superiores no conservan la primera coloración; los mohos se tiñen con cierta irregularidad; los gránulos de micelios propenden retener el colorante. La reacción de Gram no es infalible ni constante; puede variar con el tiempo del cultivo y el pH del medio, y quizá por otras causas.Teorías Un microorganismo gram positivo debe presentar una pared celular sana. El mismo microorganismo, si sufre daño de la pared por una u otra causa, se vuelve gram negativo. Esto indica la importancia de la pared para la retención o el escape del colorante.

Una posible teoría del mecanismo de tinción es la siguiente:El colorante básico entra al microorganismo, donde forma con el yodo una laca insoluble en agua. El alcohol o la acetona empleados para aclarar, deshidrata las paredes de los microorganismos grampositivos, tratados con mordiente, y forma una barrera que la laca no puede atravesar. En las células gramnegativas, los lípidos de la pared (más abundantes que en las células grampositivas) se disuelven por este tratamiento, lo que permite el escape del complejo de cristal violeta con yodo. Algunos autores objetan esta teoría, pero es indudable la importancia general de la pared celular.Varias son las teorías emitidas para explicar el mecanismo de la tinción de Gram. Stearn y Stearn (1923) basan la suya en una combinación química entre el colorante y las proteínas de las bacterias, Las proteínas y aminoácidos son cuerpos anfóteros, esto es, tienen la facultad de reaccionar con ácidos y con bases, gracias a sus grupos amino y carboxilo; en soluciones ácidas, reaccionan con los ácidos, y en soluciones alcalinas lo hacen con las bases.Stearn y Stearn comprobaron que la reacción de tinción de las bacterias obedece en gran parte a su contenido proteínico; estos microorganismos se conducen como cuerpos anfóteros, al combinarse con colorantes ácidos en soluciones ácidas y con los básicos en medio alcalino.

La combinación con ambos tipos de colorante no se produce en el “punto isoeléctrico”. Como los microorganismos contienen más de una proteína, ese punto no tiene un valor preciso y definido, sino que constituye más bien una gama o escala que comprende dos o tres unidades de pH. Según Stern y Stearn, los microorganismos grampositivos tienen una escala isoeléctrica de pH inferior a la de los microorganismos gramnegativos; y, a base de sus datos experimentales, deducen las siguientes conclusiones
:1. Los microorganismos grampositivos pueden hacerse gramnegativos al aumentar la acidez.
2. Los microorganismos gramnegativos pueden hacerse grampositivos al aumentar la alcalinidad.
3. Los microorganismos de reacción positiva a los colorantes ácidos pueden hacerse gramnegativos por aumentar la alcalinidad.
4. Los microorganismos de reacción positiva a los colorantes básicos pueden hacerse gramnegativos por aumentar la acidez.5. En la zona isoeléctrica característica de cada especie es muy escasa la tendencia a retener cualquier colorante.6. Parece estar bien demostrado que las proteínas de las bacterias no son simples, sino más bien una débil combinación de sustancias proteínicas con otras lipoideas o grasas.7. La materia grasa extraída de los microorganismos grampositivos difiere de la obtenida de los microorganismos gramnegativos, en que la primera contiene una proporción mucho mayor de ácidos no saturados que muestren gran afinidad por los agentes oxidantes.

Todos los mordientes (como el yodo) empleados en la coloración Gram son oxidantes; su efecto, en general, consiste en dar a la sustancia oxidada un carácter más ácido. Esto aumenta la afinidad de un microorganismo por los colorantes básicos.8. El cambio de respuesta a la coloración de Gram con el tiempo es propio, sobre todo, de los microorganismos débilmente grampositivos cultivados en los medios que contengan sustancias capaces de fermentar, y cuya reacción se vuelve ácida en el curso del desarrollo.Gianni (1952) comprobó que los microorganismos grampositivos Bacillus subtilis y B.


anthracis tomaban negativamente el Gram cuando los cultivos databan de dos a tres horas. Luego se desarrollaba la sustancia grampositiva debajo de la pared celular, para invertir la reacción.Otra explicación de la reacción de Gram puede ser la posible existencia de una capa exterior alrededor de un núcleo gramnegativo.Libenson y Mcllroy, han comunicado que si la reacción grampositiva depende de que se forme una combinación compleja entre los componentes de la coloración de Gram y las proteínas de la pared celular, sería de esperar que las bacterias desintegradas por medios físicos retuviesen este tinte, ya que ese tratamiento no podría cambiar el carácter químico de los materiales de dicha pared.

Por el contrario, los gérmenes grampositivos desintegrados pierden su capacidad de retener el colorante primario y toman negativamente el Gram.La pared celular de los microorganismos grampositivos y gramnegativos es permeable al violeta cristal. Sin embargo, la de los primeros no lo es al complejo de yodo y colorante formado en el interior de la célula.

Los resultados experimentales obtenidos con una difusión celular exenta de proteínas, y la escasa solubilidad del complejo de yodo y violeta cristal en alcohol y acetona, parecen sustentar la opinión de que la reacción grampositiva consiste esencialmente en la formación, dentro de la célula, de una cantidad apreciable de complejo de yodo y colorante difícil de eliminar con el disolvente. La pared celular de los microorganismos grampositivos, a diferencia de la de los gramnegativos, sería prácticamente impermeable al violeta cristal. Los microorganismos aparecerán teñidos después de tratarlos con violeta cristal, por ser absorbido el colorante en la superficie externa de la pared celular, y el disolvente eliminará sin dificultad el complejo formado después del tratamiento con yodo.Ni los grupos sulfhidrilo ni las proteínas básicas han influido específicamente en el mecanismo del colorante de Gram.


Libenson y Mcllroy han sostenido que la permeabilidad de la pared celular al violeta cristal, la escasa solubilidad del complejo de yodo y colorante en alcohol y acetona, y el libre acceso del disolvente al complejo constituido, son los principales factores que intervienen en el mecanismo de esa coloración.Técnica de la coloración gram Fijar un frotis • Con la ayuda de un mechero, flamear un asa bacteriológica y esperar que enfríe un poco.• Tomar el asa (previamente flameada) y con ésta tomar un poco de muestra.• Una vez obtenida una pequeña cantidad de la muestra (con el asa), hacer que ésta tenga contacto con una lámina portaobjetos, la cual servirá para depositar la muestra contenida en el asa.• Con el asa (conteniendo la muestra) sobre la lámina portaobjetos, proceder a realizar la extensión de la muestra en el portaobjetos mediante movimientos giratorios (dar vueltas con el asa) sobre la lámina, de tal forma que al terminar la extensión, tengamos como producto una espiral en la parte media de la lámina.• Esperar que seque al aire libre o ayudarse con la llama de un mechero para fijar la muestra, teniendo en cuenta que el calor no debe ser directo (sólo se pasa por la llama), puesto que el calor excesivo puede cambiar la morfología celular de las bacterias a observar. El calor deseable es aquél en el que el portaobjetos sea apenas demasiado caliente para ser colocado sobre el dorso de la mano.Tinción Con violeta cristal o violeta de genciana, utilizando una cantidad suficiente de dicho colorante sobre la muestra, como para lograr cubrirla por completo. Se deja actuar al colorante por 1 minuto. Esta tinción de 1 minuto está dada para trabajar a una temperatura ambiente de 25 ºC.Enjuague Al transcurrir el minuto, se debe enjuagar la lámina conteniendo la muestra con agua corriente. Para realizar el lavado, se debe tener en cuenta que el chorro de agua NO debe caer directamente sobre la muestra, ésta debe caer sobre la parte superior de la lámina que no contiene muestra. El chorro debe ser un chorro delgado, aproximadamente de medio a un centímetro de espesor. También el enjuague se debe realizar poniendo la lámina en posición inclinada hacia abajo...MordienteUna vez enjuagado el portaobjetos, se aplica como mordiente yodo o lugol durante 1 minuto más.El mordiente es cualquier sustancia que forme compuestos insolubles con colorantes y determine su fijación a las bacteriasDecoloración Pasado el minuto de haber actuado el mordiente, el frotis se decolora con etanol al 75 %, etanol al 95 %, acetona o alcohol-acetona, hasta que ya no escurra más líquido azul. Para esto se utiliza el gotero del frasco del decolorante. Se van añadiendo cantidades suficientes del decolorante, hasta lograr que éste salga totalmente transparente, es decir, hasta que ya no escurra más líquido azulLavado y secado Lavar con agua para quitar los residuos de decolorante y esperar que seque la lámina al aire libre o con la ayuda de la llama de un mechero de la forma anteriormente descrita.Tinción de contrasteUna vez que la lámina ya secó, procedemos a teñir nuevamente, pero esta vez se va a utilizar un colorante de contraste como por ejemplo la safranina, dejar actuar durante 1 minuto.Nuevo enjuague Pasado el minuto correspondiente, se procede a enjuagar la lámina con agua, se escurre el agua sobrante y se seca en la forma anteriormente descrita.De esta manera, ya tendremos listo el frotis para su respectiva observación microscópica.Bacterias resistentes a la tinción Gram La siguientes bacterias de naturaleza grampositiva, tiñen como gramnegativas:• Mycobacterias (están encapsuladas)• Mycoplasmas (no tienen pared)• Formas L (pérdida ocasional de la pared)• Protoplastos y esferoplastos (eliminación total y parcial de la pared, respectivamente)Utilidades En el análisis de muestras clínicas suele ser un estudio fundamental por cumplir varias funciones:• Identificación preliminar de la bacteria causal de la infección.• Utilidad como control calidad del aislamiento bacteriano. Los morfotipos bacterianos identificados en la tinción de Gram se deben de corresponder con aislamientos bacterianos realizados en los cultivos. Si se observan mayor número de formas bacterianas que las aisladas hay que reconsiderar los medios de cultivos empleados así como la atmósfera de incubación.A partir de la tinción de Gram pueden distinguirse varios morfotipos distintos: Los cocos son de forma esférica. Pueden aparecer aislados después de la división celular (Micrococos), aparecer por pares (Diplococos), formar cadenas (Estreptococos), o agruparse de manera irregular (Estafilococos).Los bacilos poseen forma alargada. En general suelen agruparse en forma de cadena (Estreptobacilos) o en empalizada.También pueden distinguirse los espirales, que se clasifican en espirilos si son de forma rígida o espiroquetas si son blandas y onduladas. Si por el contrario, poseen forma de "coma", o curvados, entonces se los designa vibriones.Fundamentos de diferenciación de Gram positivo y Gram negativo [editar]Los fundamentos de la técnica se basan en las diferencias entre las paredes celulares de las bacterias Gram positivas y Gram negativasLa pared celular de las bacterias Gram positivas posee una gruesa capa de peptidoglucano, además de dos clases de ácidos teicoicos: Anclado en la cara interna de la pared celular y unido a la membrana plasmática, se encuentra el ácido lipoteicoico, y más en la superficie, el ácido teicoico que está anclado solamente en el peptidoglucano (también conocido como mureína)Por el contrario, la capa de peptidoglucano de las Gram negativas es delgada, y se encuentra unida a una segunda membrana plasmática exterior (de composición distinta a la interna) por medio de lipoproteínas. Tiene una capa delgada de peptidoglicano unida a una membrana exterior por lipoproteínas. La membrana exterior está hecha de proteína, fosfolípido y lipopolisacárido.Por lo tanto, ambos tipos de bacterias se tiñen diferencialmente debido a estas direrencias constitutivas de su pared. La clave es el peptidoglicano, ya que es el material que confiere su rigidez a la pared celular bacteriana, y las Gram positivas lo poseen en mucha mayor proporción que las Gram negativas.La diferencia que se observa en la resistencia a la decoloración, se debe a que la membrana externa de las Gram negativas es soluble en solventes orgánicos, como por ejemplo la mezcla de alcohol/acetona. La capa de peptidoglucano que posee es demasiado delgada como para poder retener el complejo de cristal violeta/yodo que se formó previamente, y por lo tanto este complejo se escapa, perdiéndose la coloración azul-violácea. Pero por el contrario, las Gram positivas, al poseer una pared celular más resistente y con mayor proporción de peptidoglicanos, no son susceptibles a la acción del solvente orgánico, sino que este actúa deshidratando los poros cerrándolos, lo que impide que pueda escaparse el complejo cristal violeta/yodo, y manteniendo la coloración azul-violácea.


La tinción de Gram o coloración Gram es un tipo de tinción diferencial empleado en microbiología para la visualización de bacterias, sobre todo en muestras clínicas. Debe su nombre al bacteriólogo danés Christian Gram, que desarrolló la técnica en 1884. Se utiliza tanto para poder referirse a la morfología celular bacteriana como para poder realizar una primera aproximación a la diferenciación bacteriana, considerándose Bacteria Gram positiva a las bacterias que se visualizan de color violeta y Bacteria Gram negativa a las que se visualizan de color rosa.

Protocolo
Recoger muestras
Hacer el extendido en espiral
Dejar secar a temperatura ambiente
Fijar la muestra con metanol durante un minuto o al calor (flameado 3 veces aprox.)
Agregar azul violeta (cristal violeta o violeta de genciana) y esperar 1 min. Este tinte (al final del procedimieto) dejará de color morado solo a las bacterias Gram positivas.
Enjuagar con agua.
Agregar lugol y esperar 30 segundos
Enjuagar con agua.
Agregar alcohol acetona y esperar 15 s
Enjuagar con agua.
Agregar safranina y esperar 1 min Este tinte dejará de color rosado las bacterias Gram negativas.
Enjuagar con agua.
Para observar al microscopio óptico es conveniente hacerlo a 100x con aceite de inmersión

ExplicacióN
El cristal violeta (colorante catiónico) penetra en todas las células bacterianas (tanto Gram positivas como Gram negativas).
El lugol está formado por I2 (yodo) en equilibrio con KI (yoduro de potasio), el cual está presente para solubilizar el yodo. El I2 entra en las células y forma un complejo insoluble en solución acuosa con el cristal violeta.
La mezcla de alcohol-acetona que se agrega, sirve para realizar la decoloración, ya que en la misma es soluble el complejo I2/cristal violeta. Los organismos Gram positivos no se decoloran, mientras que los Gram negativos sí lo hacen.
Para poner de manifiesto las células Gram negativas se utiliza una coloración de contraste. Habitualmente es un colorante de color rojo, como la safranina o la fucsina. Después de la coloración de contraste las células Gram negativas son rojas, mientras que las Gram positivas permanecen azules.
La safranina puede o no utilizarse, no es crucial para la técnica. Sirve para hacer una tinción de contraste que pone de manifiesto las bacterias Gram negativas. Al término del protocolo, las Gram positivas se verán azúl-violáceas y las Gram negativas, se verán rosas (si no se hizo la tinción de contraste) o rojas (si se usó, por ejemplo, safranina)
Esta importante coloración diferencial fue descubierta por Hans Christian Gram en 1884. En este método de tinción, la extensión bacteriana se cubre con solución de uno de los colorantes de violeta de metilo, que se deja actuar durante un lapso determinado. Se escurre luego el exceso de violeta de metilo y se añade luego una solución de yodo, que se deja durante el mismo tiempo que la anterior; después se lava el portaobjetos con alcohol hasta que éste no arrastre más colorante. Sigue a tal tratamiento una coloración de contraste, como safranina, fucsina fenicada diluida, pardo Bismarck, pironin B o hasta inclusive verde de malaquita.
Algunos microorganismos retienen el colorante violeta, aún después de tratarlos con un decolorante, y el color no se modifica al añadir éste; otros pierden con facilidad el primer tinte, y toman el segundo.
Los que fijan el violeta, se califican de grampositivos, y los que pierden la primera coloración y retienen la segunda, de gramnegativos. Basándonos pues, en la reacción Gram, podemos clasificar a los microorganismos en uno de los dos grupos.
Los colorantes de p-rosanilina son los que mejores resultados dan en la coloración Gram. Los representantes más usados de este grupo son violeta de metilo y violeta cristal o de genciana. En realidad, violeta de metilo es el nombre atribuido al compuesto tetrametil-p-rosanilina.
El matiz de color de la p-rosanilina se intensifica al aumentar el número de grupos metilo en la molécula; por consiguiente, de los tres grupos, el tono más oscuro es la hexametil-p-rosanilina (violeta cristal), y el tinte más ligero, la tetrametil-p-rosanilina (violeta de metilo). Los nombres violeta de metilo 3R, 2R, R, B, 2B, 3B, etc., se refieren al número de grupos metilo contenidos. La letra R indica matices rojos, y la letra B, tonos azules. El violeta de cristal contiene seis grupos metilo, y se considera como el mejor colorante primario para teñir por el método de Gram.
La facultad de las células para tomar la coloración Gram no es propia de toda sustancia viviente, sino que se limita casi en absoluto a hongos y bacterias. Así vemos que las células de plantas y animales superiores no conservan la primera coloración; los mohos se tiñen con cierta irregularidad; los gránulos de micelios propenden retener el colorante. La reacción de Gram no es infalible ni constante; puede variar con el tiempo del cultivo y el pH del medio, y quizá por otras causas.
ES UN PROCESO DE BELLAKERA INTENSA

Teorías
Un microorganismo gram positivo debe presentar una pared celular sana. El mismo microorganismo, si sufre daño de la pared por una u otra causa, se vuelve gram negativo. Esto indica la importancia de la pared para la retención o el escape del colorante. Una posible teoría del mecanismo de tinción es la siguiente:
El colorante básico entra al microorganismo, donde forma con el yodo una laca insoluble en agua. El alcohol o la acetona empleados para aclarar, deshidrata las paredes de los microorganismos grampositivos, tratados con mordiente, y forma una barrera que la laca no puede atravesar. En las células gramnegativas, los lípidos de la pared (más abundantes que en las células grampositivas) se disuelven por este tratamiento, lo que permite el escape del complejo de cristal violeta con yodo. Algunos autores objetan esta teoría, pero es indudable la importancia general de la pared celular.
Varias son las teorías emitidas para explicar el mecanismo de la tinción de Gram. Stearn y Stearn (1923) basan la suya en una combinación química entre el colorante y las proteínas de las bacterias, Las proteínas y aminoácidos son cuerpos anfóteros, esto es, tienen la facultad de reaccionar con ácidos y con bases, gracias a sus grupos amino y carboxilo; en soluciones ácidas, reaccionan con los ácidos, y en soluciones alcalinas lo hacen con las bases.
Stearn y Stearn comprobaron que la reacción de tinción de las bacterias obedece en gran parte a su contenido proteínico; estos microorganismos se conducen como cuerpos anfóteros, al combinarse con colorantes ácidos en soluciones ácidas y con los básicos en medio alcalino. La combinación con ambos tipos de colorante no se produce en el “punto isoeléctrico”. Como los microorganismos contienen más de una proteína, ese punto no tiene un valor preciso y definido, sino que constituye más bien una gama o escala que comprende dos o tres unidades de pH. Según Stern y Stearn, los microorganismos grampositivos tienen una escala isoeléctrica de pH inferior a la de los microorganismos gramnegativos; y, a base de sus datos experimentales, deducen las siguientes conclusiones:
1. Los microorganismos grampositivos pueden hacerse gramnegativos al aumentar la acidez.
2. Los microorganismos gramnegativos pueden hacerse grampositivos al aumentar la alcalinidad.
3. Los microorganismos de reacción positiva a los colorantes ácidos pueden hacerse gramnegativos por aumentar la alcalinidad.
4. Los microorganismos de reacción positiva a los colorantes básicos pueden hacerse gramnegativos por aumentar la acidez.
5. En la zona isoeléctrica característica de cada especie es muy escasa la tendencia a retener cualquier colorante.
6. Parece estar bien demostrado que las proteínas de las bacterias no son simples, sino más bien una débil combinación de sustancias proteínicas con otras lipoideas o grasas.
7. La materia grasa extraída de los microorganismos grampositivos difiere de la obtenida de los microorganismos gramnegativos, en que la primera contiene una proporción mucho mayor de ácidos no saturados que muestren gran afinidad por los agentes oxidantes. Todos los mordientes (como el yodo) empleados en la coloración Gram son oxidantes; su efecto, en general, consiste en dar a la sustancia oxidada un carácter más ácido. Esto aumenta la afinidad de un microorganismo por los colorantes básicos.
8. El cambio de respuesta a la coloración de Gram con el tiempo es propio, sobre todo, de los microorganismos débilmente grampositivos cultivados en los medios que contengan sustancias capaces de fermentar, y cuya reacción se vuelve ácida en el curso del desarrollo.
Gianni (1952) comprobó que los microorganismos grampositivos Bacillus subtilis y B. anthracis tomaban negativamente el Gram cuando los cultivos databan de dos a tres horas. Luego se desarrollaba la sustancia grampositiva debajo de la pared celular, para invertir la reacción.
Otra explicación de la reacción de Gram puede ser la posible existencia de una capa exterior alrededor de un núcleo gramnegativo.
Libenson y Mcllroy, han comunicado que si la reacción grampositiva depende de que se forme una combinación compleja entre los componentes de la coloración de Gram y las proteínas de la pared celular, sería de esperar que las bacterias desintegradas por medios físicos retuviesen este tinte, ya que ese tratamiento no podría cambiar el carácter químico de los materiales de dicha pared. Por el contrario, los gérmenes grampositivos desintegrados pierden su capacidad de retener el colorante primario y toman negativamente el Gram.
La pared celular de los microorganismos grampositivos y gramnegativos es permeable al violeta cristal. Sin embargo, la de los primeros no lo es al complejo de yodo y colorante formado en el interior de la célula. Los resultados experimentales obtenidos con una difusión celular exenta de proteínas, y la escasa solubilidad del complejo de yodo y violeta cristal en alcohol y acetona, parecen sustentar la opinión de que la reacción grampositiva consiste esencialmente en la formación, dentro de la célula, de una cantidad apreciable de complejo de yodo y colorante difícil de eliminar con el disolvente. La pared celular de los microorganismos grampositivos, a diferencia de la de los gramnegativos, sería prácticamente impermeable al violeta cristal. Los microorganismos aparecerán teñidos después de tratarlos con violeta cristal, por ser absorbido el colorante en la superficie externa de la pared celular, y el disolvente eliminará sin dificultad el complejo formado después del tratamiento con yodo.
Ni los grupos sulfhidrilo ni las proteínas básicas han influido específicamente en el mecanismo del colorante de Gram.
Libenson y Mcllroy han sostenido que la permeabilidad de la pared celular al violeta cristal, la escasa solubilidad del complejo de yodo y colorante en alcohol y acetona, y el libre acceso del disolvente al complejo constituido, son los principales factores que intervienen en el mecanismo de esa coloración.

Técnica de la coloración gram

Fijar un frotis
Con la ayuda de un mechero, flamear un asa bacteriológica y esperar que enfríe un poco.
Tomar el asa (previamente flameada) y con ésta tomar un poco de muestra.
Una vez obtenida una pequeña cantidad de la muestra (con el asa), hacer que ésta tenga contacto con una lámina portaobjetos, la cual servirá para depositar la muestra contenida en el asa.
Con el asa (conteniendo la muestra) sobre la lámina portaobjetos, proceder a realizar la extensión de la muestra en el portaobjetos mediante movimientos giratorios (dar vueltas con el asa) sobre la lámina, de tal forma que al terminar la extensión, tengamos como producto una espiral en la parte media de la lámina.
Esperar que seque al aire libre o ayudarse con la llama de un mechero para fijar la muestra, teniendo en cuenta que el calor no debe ser directo (sólo se pasa por la llama), puesto que el calor excesivo puede cambiar la morfología celular de las bacterias a observar. El calor deseable es aquél en el que el portaobjetos sea apenas demasiado caliente para ser colocado sobre el dorso de la mano.

Tinción
Con violeta cristal o violeta de genciana, utilizando una cantidad suficiente de dicho colorante sobre la muestra, como para lograr cubrirla por completo. Se deja actuar al colorante por 1 minuto. Esta tinción de 1 minuto está dada para trabajar a una temperatura ambiente de 25 ºC.

Enjuague
Al transcurrir el minuto, se debe enjuagar la lámina conteniendo la muestra con agua corriente. Para realizar el lavado, se debe tener en cuenta que el chorro de agua NO debe caer directamente sobre la muestra, ésta debe caer sobre la parte superior de la lámina que no contiene muestra. El chorro debe ser un chorro delgado, aproximadamente de medio a un centímetro de espesor. También el enjuague se debe realizar poniendo la lámina en posición inclinada hacia abajo...

Mordiente
Una vez enjuagado el portaobjetos, se aplica como mordiente yodo o lugol durante 1 minuto más.
El mordiente es cualquier sustancia que forme compuestos insolubles con colorantes y determine su fijación a las bacterias

Decoloración
Pasado el minuto de haber actuado el mordiente, el frotis se decolora con etanol al 75 %, etanol al 95 %, acetona o alcohol-acetona, hasta que ya no escurra más líquido azul. Para esto se utiliza el gotero del frasco del decolorante. Se van añadiendo cantidades suficientes del decolorante, hasta lograr que éste salga totalmente transparente, es decir, hasta que ya no escurra más líquido azul

Lavado y secado
Lavar con agua para quitar los residuos de decolorante y esperar que seque la lámina al aire libre o con la ayuda de la llama de un mechero de la forma anteriormente descrita.

Tinción de contraste
Una vez que la lámina ya secó, procedemos a teñir nuevamente, pero esta vez se va a utilizar un colorante de contraste como por ejemplo la safranina, dejar actuar durante 1 minuto.

Nuevo enjuague
Pasado el minuto correspondiente, se procede a enjuagar la lámina con agua, se escurre el agua sobrante y se seca en la forma anteriormente descrita.
De esta manera, ya tendremos listo el frotis para su respectiva observación microscópica.

Bacterias resistentes a la tinción Gram

La siguientes bacterias de naturaleza grampositiva, tiñen como gramnegativas:
Mycobacterias (están encapsuladas)
Mycoplasmas (no tienen pared)
Formas L (pérdida ocasional de la pared)
Protoplastos y esferoplastos (eliminación total y parcial de la pared, respectivamente)

practica 6 y 7 tincion de gram y observacion macrooscopica

Practica #6 Tinciones (Tinción de Gram)

Practica #7 Observaciones macroscópicas en objeto de 100x con aceite de palo.

DESARROLLO:

El alumno debe investigar el tema de tinción de Gram que se utiliza para las bacterias Gram positivo y Gram negativo. Este trabajo de investigación es vital para poder realizar la secuencia de la técnica de tinción de esta práctica del medio de cultivo.

Índice

1 Objetivo

2 Introducción

3 Materiales

4 Instrucciones

5 Desarrollo

6 Conclusión

7) OBJETIVOS:

1 Objetivo: nuestro objetivo fue realizar la tinción de gram ya hecha el frotis del medio de cultivo con las bacterias con un gran crecimiento ya que deberíamos diferenciar el tipo de bacteria que tenia nuestro fortis si eras positivo o negativo.2 Introducción: lo que realizamos en estas 2 practicas fue diferenciar las bacterias con soluciones de colores Como cristal violeta, yoduro, alcohol, etc.,Materiales:1 Frotis realizado y fijado en porta objetos, el cual debe pasar que el proceso de tinción utilizando la técnica de forma correcta ya anteriormente investigada. Esta técnica se basa en 9 pasos donde se aplica los tiempos necesarios.

2 El frotis debe pasarse en el proceso de tinción sin pasar de los tiempos indicados ya que se pude quemar el producto realizado lo que ocasionaría volverlo a realizar desde el principio (debemos hacer bien las cosas ya que el tiempo es nuestro enemigo)3 Si el frotis queda bien teñido, unas ves teñido el frotis se dejara listo para el siguiente proceso que es la observación macroscópica. (Cámara) Laminilla de cristal tenida Aceite de inmersión6 Hoja de papel (cebolla) Microscopio (compuesto o fotonico)8 Torundas de algodón secas y alcalizadas)9 Papel secante.Instrucciones:

Frotis realizado y fijado en porta objetos, el cual debe pasar que el proceso de tinción utilizando la técnica de forma correcta ya anteriormente investigada. Esta técnica se basa en 9 pasos donde se aplica los tiempos necesarios.

El frotis debe pasarse en el proceso de tinción sin pasar de los tiempos indicados ya que se pude quemar el producto realizado lo que ocasionaría volverlo a realizar desde el principio (debemos hacer bien las cosas ya que el tiempo es nuestro enemigo)

Si el frotis queda bien teñido, unas ves teñido el frotis se dejara listo para el siguiente proceso que es la observación macroscópica. (Cámara)

A la laminilla se le agrega una gota de inmersión2 Se monta la laminilla al microscopio sobre la platina y que quede bien ajustadas con las pinzas de la platina.3 Observamos en objetivo de 100x para poder clasificar las estructuras de los microorganismos encontrados que son esferas o rueditas, bolitas en 1,2,3,4 en cadena de 5 o 6 o agrupados en muchas bolitas (cocos) en bastones y se les da el nombre de bacilos.Una vez terminada la tinción en la laminilla de cristal se le aplica una gota de aceite de inmersión para poder observarlo5 Desarrollo:

Ya hecha la técnica de frotis lo siguente fue realizar la técnica de gram poniendo primero en solución violeta dejándolo puesto durante 1 minuto luego lo remojamos en lugol durante 1 minuto,luego lo enjuagamos con alcohol hasta que no se ve el lugol y la solución violeta ya terminándolo lo dejamos por 1 minuto en sheferanja algo así ya terminada lo lavamos con agua corriente dejando este que no toque el frotis realizado luego lo secamos con el aire ya secado lo que hacemos es realizar la siguiente practica de observación macroscópica poniéndole una gota de aceite de palo poniéndolo en el microscopio luego empezamos a enfocar con objetivo de 100x ya teniendo la imagen empecé a ver un tipo de bacteria me sorprendí mucho al ver tantos colores en el porta objetos una bacteria verdaderamente sorprendente esos lindos colores de café con anaranjado y a su alrededor una especie de color amarillo con crema viendo bien mi objetivo de inmediato le llame al maestro del laboratorio explicándole lo sucedido el maestro me indico que mi bacteria había agarrado mas lugol que solución violeta así que no puede identificar si eran bacterias gran positivas o gram negativas.

Pero de todos modos el maestro me dijo que estaba bien que tirara el porta objetos indicando la norma 087 que dice que los instrumentos usados deben de ir en un contenedor color rojo… ya terminada mi reporte se lo entregué al maestro me califico limpie mi mesa y luego me retire del laboratorio ya que otro grupo iba a empezar su clase.Conclusión: siempre hay que tener cuidado al empezar su técnica de tinción de gran ya que una solución le puede quedar más que la solución violeta que es muy importante porque con esa se puede identificar si son gran negativas o gran positivas

practica no 5

practica no 5 elaboreacion de un frotis (bacteria del frijol)

El alumno de laboratorio clínico debe realizar un trabajo de investigación muy sencillo en materia de frotis el cual después de su investigación bibliográfica debe realizar su forma práctica.
1) Índice:ObjetivoIntroducciónMaterialesInstrucciones DesarrolloConclusión
2) Objetivo:Nuestro objetivo fue realizar un fijado de frotis con las baterías del medio de cultivo con ciertas muestras de toda la mesa o equipo.
3) Introducción:Yo hice este frotis porque es un paso para poder hacer la tinción de gran ya que la tinción de gras es para poder diferenciar las baterías gran positivas y las bacterias gran negativas con soluciones de colorantes.
4) Materiales:1 Cajas petri con medio de cultivo y microorganismos en desarrollo2 Asa bacteriológica o asa de platino3 Mechero de bunsen4 baso de precipitado (50 ml)5 25 ml de agua destilada en el vaso6 porta objetos
5) Instrucciones:1 Con el asa bacteriológica se va a realizar un frotis en un porta objetos de cristal2 Se toma el asa bacteriológica y se pone en la flama del mechero dejándola al rojo vivo para que se esterilice se retira del fuego, se toma una pequeña gota de agua destilada, con ella misma se extrae una pequeña muestra del material bacteriológico que creció en las cajas petri.

Una vez teniendo este material en el asa se acude a depositarlo en el porta objetos en su parte central, en su parte central desplazando de izquierda a derecha el material bacteriológico hasta que nos quede una película delgada, una vez teniéndolo verificamos con el instructor si ya está lista para poder fijarla al color.

ya realizando el frotis se fija de forma directa en sus partes laterales a lo largo para su transporte, se toma el porta objetos de forma lateral para poder pasar por encima de la flama (nunca se debe dejar en forma directa) en la flama. Una vez fijado el frotis, queda listo para el proceso de tinción.

DesarrolloCon la ayuda del maestro nosotros realizamos nuestro frotis con los medios de cultivo ya con bacterias los destapados para que pudiéramos agarra la bacteria con el asa bacteriológica primero lo esterilizamos con el fuego de los 2 mecheros luego hasta que se puso en rojo vivo esperamos a que se enfrié un poco ya enfriado agarramos con este una pequeña gota de agua esterilizada del vaso precipitado luego lo esterilizamos con el fuego del mechero ya teniéndolo frio otra vez agarramos una pequeña muestra de las bacterias del medio de cultivo todo esto lo colocamos en el porta objetos pero haciendo un pequeño círculo en su centro quedando el agua y las bacterias ya centrado lo pasamos por el fuego muchas veces sí que se queme las bacterias o el porta objetos ya teniéndolo se lo enseñamos al maestro para nuestra rebicion ya revisado nos dijo que le pusiéramos en número de mesa con plumón negro en el porta objetos ya termina limpiamos la mesa le entregamos el reporte y nos retiramos...javascript:void(0)

Conclusión:La conclusión es que el fortis te debe quedar un poco invisible no debe estar muy gruesa la puesta de bacterias en el centro del porta objetos ya que no te quedara bien la tinción e gram.

NOTA PERSONAL:
esta esperiensia fue muy buena aunque en mi caso casi no se notaron las bacterias que avia en el cristal , pero se distinguia unas bolistas rosas fiusha eran muy buenas . pero esto nos deja como leccion que no solo es algo simple y sensillo de hacer , solo es cuestion de repasar los apuntes y aprender con los herrores de cada quien

practica no 9:

AGLUTINACION EN SANGRE Y PLASMA:

El alumno de análisis clínicos del laboratorio debe de realizar una prueba de tejido sanguíneo (HB) para poder conocer, observar, identificar y finalmente aplicar la prueba de aglutinación en sangre que da como resultado el tipo sanguíneo del individuo.Materiales:

Sangre fresca 2.5mlTuvo con tapón morado con anticoagulante

Palillos de madera

Placa de porcelana escavada para tipo sanguíneo

Torundas de algodón con alcohol y sin alcohol

Masquintape

placaTipificadores para tipo sanguíneo reactivo (anti A, anti B, anti C )

Papel secantePapel para cubrir mesa del laboratorio

Goma

Pipeta pausterBulbo

desarollo:

Técnica de veno punzónUna vez obtenida la sangre fresca del paciente en volumen de 2.5 ml se transvasa al tubo con tapón morado con anti coagulante el que se le Da ligeros movimientos para que se mezcle con el anti coagulante y poder ser utilizada.

Se utiliza la pipeta pauster con bulbo de extracción y se extrae una cantidad de sangre en el tubo en cada excavación de la placa de porcelana el reto de la sangre se deposita en el tubo se enjuaga la pipeta y se conserva cuidadosamente

.Una vez punteada la placa de porcelana se le agrega una gota de reactivo en cada excavación diferente para poder obtener una reacción entre el plasma y el reactivo Prueba entre sangre y suero sanguíneoSe aplica el reactivo anti A como número 1 se registra el colorSe aplica el anti B como numero 2 y se registraUna vez obtenida la prueba de aglutinación debemos reportar el trabajo dentro del marco pre analítica, analítico y pos analítico. ]

nota personal como encargada de la mesa:

y todo esto fue una gran experiencia para todas nosotras por que es algo que nos ayudara a defenirnos aver si somos buenas tec. en laboratorio , aunque uvo varios herores pero por los herore s se aprende

practica no 4 observacion macrooscopica

Practica 4: Observación Macroscópica De Las Cajas Petric1ObjetivoNuestro objetivo fue observar los medios de cultivos y sus siembras para ver si había crecimiento de bacterias.2 IntroducciónNosotros hacemos esta observación para ver si con el día que lleva el medio de cultivo haiga un crecimiento de la bacteria u hongo pero nuestro medio de cultivo no tenía mucho crecimiento ya que solo tenía un solo dia.3 ÍndiceObjetivoIntroducciónMaterialesInstruccionesDesarrolloConclusión4 Materiales:Solicitar cajas petric ya con medio de cultivo elaboradoVernier o pie de rey 4 torundas de algodón secas y 4 torundas de algodón alcalizadas2 mecheros5 Instrucciones:1 se deposita las cajas petric en la mesa del laboratorio para su observación brevemente. La mesa debe estar vestid con papel blanco.2 observamos en forma macroscópica los crecimientos de microorganismos en medio de cultivo anotando colores, olores, dimensión de las más pequeñas a las más grandes para ello necesitamos abrir la caja en nuestro campo de esterilización a base de 2 mecheros.3 para poder medir las colonias de microorganismos utilizaremos una herramienta de medición conocida vernier, medimos y anotamos con su respectivo grafico.4 cada grafico debe llevar el pie de grafico o pie de foto donde nos indica la información de lo plasmado. 6 Desarrollo:Observación 1 primera caja petricSiembra de dispersión medio de cultivo agar verde brillante la paciente fue Huerta Alvares Tania Saray la siembra fue de orina lo que lleva apenas 1 día fue hecha el día 27 de mayo del 2009 a la hora 8:20 am lo que lleva esta siembra es que aun no se nota el crecimiento de la siembra ya que apenas está empezando el crecimiento se puede observar que el mismo color está intacta pero la estructura se empieza a formar un tipo de bacteria esta es como puntitos.Observación 2 segunda caja petricSiembra de kanss del medio de cultivo de agar se salmonella y shigella la paciente fue Huerta Alvares Tania Saray la siembra fue de plasma o suero de su sangre ya centrifugada fue hecha el día 27 de mayo del 2009 a la hora 8:31 am. No hay bacterias el mismo color sigue igual no hay cambio en su estructura.Observación 3 tercera caja petricSiembra de SS del medio de cultivo de agar con fosina y azul de metileno fue hecha el día 27 de mayo del 2009 a la hora 8:39 am de la paciente Huerta Alvares Tania Saray. No hay bacterias aun no hay crecimiento su color es igual no se identifica mucho el medio de cultivo.Observación 4 cuarta caja petric El medio de cultivo agar de saboraud fue hecha el día 27 de mayo del 2009 a la hora 8:36 am de la paciente Flores Hernández Cynthia Giselle. Apenas empieza el crecimiento con unos pequeños puntos en la siembra hecha en el medio de cultivo. Observación 5 quinta caja petricEl producto es el frijol medio de cultivo es el agar de mac conkey fue hecha el día 27 de mayo del 2009 a la hora 8:39 am. La observación hay crecimiento de bacterias u hongos su color es igual su estructura cambio a puntitos color rosados su siembra es de mac conkeyObservación 6 y 7 sexta y séptima caja petricDe la primera caja el paciente es Esparza Quiroz Brenda Lucila la siembra es de saboraud fue hecha el día 27 de mayo del 2009 a la hora 8:36 am. Apenas hay crecimiento no se puede observar mucho el producto es saliva de la boca.De la segunda persona la paciente fue Carolina Ventura Ventura fue hecha el día 27 de mayo del 2009 a la hora 8:36 am. La siembra es de saboraud en este medio de cultivo ay muchas bacterias su estructura si a cambiado demasiado igual de la primera paciente fue de saliva mas conocido como muestra bocal. 7 Conclusión:Yo llegue a la conclusión de que para poder ver si hay bacterias se ocupa un poco más de tiempo para el crecimiento de ellas pero algunas de las cajas petric de los medios de cultivos ya tienen crecimiento de las bacterias.